تأثیر کیتوزان بهینه شده با پلی ونیل پیرولیدون (PVP) و تیدیازورون (TDZ) بر ممانت از تولید فنل و میزان پرآوری در جداکشتهای گردو

نوع مقاله : مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 دانش آموخته کارشناسی ارشد گروه علوم باغبانی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه تبریز، تبریز. ایران.

2 دانشیار گروه علوم باغبانی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه تبریز، تبریز. ایران.

3 دکتری علوم باغبانی، گروه علوم باغبانی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه تبریز، تبریز. ایران.

4 دانشار گروه علوم باغبانی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه تبریز، تبریز. ایران.

10.30466/rip.2023.54415.1252

چکیده

گردو به‌عنوان یکی از محصولات مهم اقتصادی و با ارزش غذایی بالا محسوب می شود. روشهای ازدیاد غیرجنسی گردو به علت وجود مواد فنلی که موجب کاهش تقسیم سلولی میشود، نتوانسته است به تولید انبوه دانهال های گردو منجرشود. بافتهای گردو غنی از ترکیبات فنلی می باشند که پس از جداشدن از پایه مادری به‌عنوان ریزنمونه، به رنگ تیره درآمده و ضمن انتشار به محیط کشت، ریزنمونه و استقرار آن را به‌شدت تحت‌تأثیر قرار می دهند. کیتوزان به‌عنوان یک پلیمر زیستی و طبیعی امروزه در کشت بافت گیاهان به‌صورت گسترده استفاده میشود. مطالعه حاضر باهدف برطرف‌کردن مشکل مذکور در گردو در شرایط کشت درون شیشه ای انجام شد. آزمایش در قالب طرح کامل تصادفی با شش تکرار به‌ازای هر تیمار اجرا شد. تیمارهای موردنظر در این پژوهش شامل تیمار شاهد (محیط کشت موراشیگ و اسکوگ)، تیدیازرون با غلظت 0/4 میلی‌گرم در لیتر، پلی وینیل پیرولیدین با غلظت 0/3 گرم در یک لیتر، کیتوزان با غلظت 0/1 میلی‌گرم در لیتر، ترکیب TDZ ، PVP و کیتوزان (با غلظتهای استفاده شده در تیمارهای قبلی) و در نهایت نانوکامپوزیت کیتوزان بهینه شده با PVP و TDZ در دو سطح 0/1 و 0/05 میلی‌گرم در لیتر بود. ترکیب نانو کیتوزان در هر دو سطح، زنده مانی مریستم را به طور معنی‌داری افزایش داد (p<0.05). میزان باززایی، به‌عنوان شاخص رشد رویشی در تیمار نانو کیتوزان 10% از دیگر تیمارها بیشتر بود. همچنین پرآوری شاخساره، در تیمار ذکر شده افزایش معنی داری (p<0.05) نسبت به سایر تیمارها داشت.

کلیدواژه‌ها


امام، م.، قمری­زارع، ع.، اسدی­کرم، ف. و لوکی­انارکی، ک.1392. ریزازدیادی بادام کوهی (Amygdalus scoparia) از طریق کشت جوانه و جنین. دو فصلنامه علمی- پژوهشی تحقیقات ژنتیک و اصلاح گیاهان مرتعی و جنگلی ایران، 21(1): 86-77.
  Abdelwahd, R., Hakam, N., Labhilili, M. and Udupa, S.M. 2008. Use of an adsorbent and antioxidants to reduce the effects of leached phenolics in in vitro plantlet regeneration of faba bean. African journal of biotechnology, 7(8), 997-1002.
Bravo, L. 1998. Polyphenols: chemistry, dietary sources, metabolism, and nutritional significance. Nutrition Reviews, 56(11): 317-333.
Chakraborty, M., Karun, A. and Mitra, A. 2009. Accumulation of phenylpropanoid derivatives in chitosan-induced cell suspension culture of Cocos nucifera. Journal of Plant Physiology, 166(1): 63-71.
Eshaghi Sanayi, T., Zare Mehrjerdi, M. and Sharifi, A. 2020. Effect of medium, iron-chelating agent and plant growth regulator on micropropagation of pomegranate (Punica granatum L.). Plant Productions, 43(2): 309-322.
 
Gotea, R., Gotea, I., Sestras, R.E. and Vahdati, K. 2012. In vitro Propagation of Several Walnut Cultivars. Bulletin of the University of Agricultural Sciences & Veterinary Medicine Cluj-Napoca. Horticulture, 69(1).
Hassani, D., Sarikhani, S., Dastjerdi, R., Mahmoudi, R., Soleimani, A. and Vahdati, K. 2020. Situation and recent trends on cultivation and breeding of Persian walnut in Iran. Scientia Horticulturae, 270: 109369.
Hesami, M., Daneshvar, M.H. and Yoosefzadeh-Najafabadi, M. 2019a. An efficient in vitro shoot regeneration through direct organogenesis from seedling-derived petiole and leaf segments and acclimatization of Ficus religiosa. Journal of Forestry Research, 30(3): 807-815.
Hesami, M., Naderi, R. and Tohidfar, M. 2019b. Modeling and optimizing in vitro sterilization of chrysanthemum via multilayer perceptron-non-dominated sorting genetic algorithm-II (MLP-NSGAII). Frontiers in Plant Science, 10: 282.
Hidangmayum, A., Dwivedi, P., Katiyar, D. and Hemantaranjan, A. 2019. Application of chitosan on plant responses with special reference to abiotic stress. Physiology and Molecular Biology of Plants, 25(2): 313-326.
Hiti Bandaralage, J.C.A., Hayward, A. and Mitter, N. 2018. Structural relation for acclimatization success for in vitro cultured avocado. In XXX International Horticultural Congress IHC2018: II International Symposium on Micropropagation and In Vitro Techniques, 1285: 269-280.
Keresa, S., Bosnjak, A.M., Baric, M., Jercic, I.H., Sarcevic, H. and Bisko, A. 2012. Efficient axillary shoot proliferation and in vitro rooting of apple cv.'Topaz'. Notulae Botanicae Horti Agrobotanici Cluj-Napoca, 40(1): 113-118.
Ndakidemi, C.F., Mneney, E. and Ndakidemi, P.A. 2014. Effects of ascorbic acid in controlling lethal browning in in vitro culture of Brahylaena huillensis using nodal segments. American Journal of Plant Sciences, 5(1): 187.
Payghamzadeh, K. and Kazemitabar, S.K. 2011. In vitro propagation of walnut-A review. African Journal of Biotechnology, 10(3): 290-311.
Prajwala, K. A., Subbaramamma, P., & Viswanath, M. 2021. In vitro propagation techniques in pomegranate (Punica granatum L.): A review. The Pharma Innovation Journal, 10(6):1217-1223.
Rezaei-Zafarghandi, M.S. and Rahmati-Joneidabad, M. 2020. Effects of thidiazuron on in vitro shoot regeneration of Morus alba. BioTechnologia. Journal of Biotechnology Computational Biology and Bionanotechnology, 101(1): 55-61.
Shirazi, M.R., Rahpeyma, S.A. and Zolala, J. 2020. A new approach to prevent hazelnut callus browning by modification of sub-culture. Biologia Plantarum, 64(1): 417-421.
Yari, M.B., Gholami, M., Esna-Ashari, M. and Kheradmand, H. 2014. Effect of season and explant type on in vitro propagation of Juglans regia L. genotypes Z60 and Z63. International Journal of Agriculture and Crop Sciences, 7(9): 624.